黑胶虫和支原体不一样。
支原体是一种大小介于细菌和病毒之间，并独立生活的原核微生物。支原体污染具有隐蔽性，它们可以与细胞长期共存，大部分细胞被污染后似乎无明显变化，培养基一般不浑浊，但其实支原体会抑制细胞生长，并且导致染色体畸变等，对细胞培养实验影响巨大。在常规光学显微镜下无法观察到，荧光显微镜下可用DAPI染色观察到支原体污染。检测支原体污染也可以使用支原体检测试剂盒进行检测。
黑胶虫是一种生物还是非生物，学术界至今还有争议，主要污染源是血清。黑胶虫污染起初对细胞并无影响，当达到一定数量时则会影响细胞生长。受黑胶虫污染的细胞液通常清亮无变化，在高倍显微镜下可以观
假病毒（pseudovirus)是由病毒的衣壳蛋白或者包膜蛋白包裹携带特定序列异源核酸形成的类似于真病毒且具有感染性的病毒颗粒，但被包裹的核酸因不具复制形成病毒的全部核酸序列的能力，所以其仅有一轮的感染力，操作非常之安全。假病毒在检测领域的应用主要是作为核糖核酸检测试剂盒中的阳性对照标准品和内控标准品。阳性对照标准品是用来检测反应体系是否正常以及操作者的操作是否有问题，目的是排除试剂原因或认为操作原因导致检测结果出现“假阴性”。内控标准品是直接添加到样品中与样品一起进行提取检测，检测样本核酸提取与扩增环节，能更好的反应扩增体系中因抑制物或提取效率不足造成的“假阴性”。
1、选择高保真酶进行扩增，可以有效避免扩增过程中碱基的突变。
2、核对引物序列，避免因为引物序列错误而引入突变。
3、循环数越高出现突变的几率越高，扩增循环数不要太高，一般不超过30个扩增循环。
Mimics、inhibitor 与
也可以用质粒构建稳转株，质粒可以随机整合在基因组，不过质粒转染细胞效率不如慢病毒高，且整合概率很低，容易出现随着细胞传代外源基因丢失的情况。而慢病毒因其感染效率高，且可以长期稳定的整合在基因组，在构建及筛选过程中相比质粒工作量要少一些，且细胞具有在后续传代过程中也不容易丢失。
将2个质粒按照一定比例混合，根据核酸总量再与转染试剂按照合适的比例混合配置即可。
3*Flag有24个氨基酸，分子量在3kDa左右，一般空载体上3*Flag之前不会特意加上ATG，是不表达的；就算特意加上ATG了，一是形成的蛋白太短可能会被细胞识别而被降解掉；二是就算没被降解，跑WB的时候会因为只有3kDa而跑出去看不到条带，所以表达3*Flag作为对照意义不大。
外源基因的插入可能会导致目的组荧光比对照差，但是和插入的片段大小不一定是成正比的。对于非融合的荧光，细胞内基因表达之间是竞争性关系的，所以插入外源基因是会影响荧光的强度；对于融合荧光，目的基因大小以及目的基因的功能都会对荧光的表达水平有所影响，可能是插入的片段引起了翻译效率的改变，不同的序列引起翻译效率改变也是不一样的。
滴度单位VP、PFU、IFU的区别是什么呢？哪一个能更好反映有活性的病毒数目？
腺病毒（Adenovirus，Ad）为什么需要纯化后用于体内动物实验？
我做慢病毒（lentivirus，LV）包装，但是包装过程293T细胞大量死亡是啥原因呀？
我合成的siRNA中有三种对照：cy3阴性对照、阴性对照和阳性对照，都有啥作用呀？我不太会区分。
可以从以下几个方面改善：1.对于状态差的细胞，第1周用20%的血清帮助复原新细胞；2.减少融化时间，可以在水浴时摇动冻存管，使之尽快通过最易受损的温度段（-5~0℃）；3.细胞长期冻存时应置于液氮中保存；4.补加细胞因子；5.稀释或去除DMSO。
一般情况下稳转株指的是多克隆细胞系，多克隆细胞系是多个阳性细胞克隆的混合细胞群，每个细胞其外源片段的整合位点不一样，在长期培养过程中容易出现表型不稳定的现象。单克隆细胞株是由单个细胞分裂扩增形成的单一细胞群，可以长期稳定表型。大部分情况下，多克隆细胞系足以保证实验完成，而对于基因表达效率低、细胞难转染等情况以及药物靶点筛选等要求较高的实验，则更建议进行单克隆细胞筛选。
siRNA直接作用于mRNA，因此mRNA水平检测是最直接的指标。很多人认为，mRNA降解的直接结果应该是对应蛋白质含量的下降，因此蛋白水平的检测结果也应该可以作为有效性的检测指标。事实上，很多情况下会出现，mRNA下降水平与蛋白下降水平不对应的现象。其可能原因有：1.与选择的检测时间有关，因mRNA的下降尚未反映在蛋白量的变化上或者未达到足以检测的水平，所以一般建议蛋白和功能检测时间要稍稍推后；2.与蛋白在细胞中的表达情况有关，mRNA的翻译过程非常复杂，细胞内基因的表达总要维持一个平衡，某些蛋白表达量到一定的程度之后，足以维持其细胞功能，将可能暂时“关闭”表达的功能，转录出来的部分m
慢病毒滴度是用于评估转导一定数量靶细胞所需要的病毒数量。
影响慢病毒滴度的决定因素主要有：1.包装细胞，293T细胞作为常用的包装宿主，其健康状态是影响病毒产量的关键因素，用于慢病毒包装的293T细胞的传代数不宜过高，建议使用30代以内的293T细胞；2.转染效率，选择优化后的转染体系和专用转染试剂提高转染效率；3.插入基因片段大小，慢病毒载体容纳外源基因长度的能力有限，超过3kb就会导致包装效率大大降低，而整个质粒过大，也会导致转染效率降低，进而影响最终的滴度；4.收病毒的时机，转染后的第24 h~48 h是慢病毒的生产高峰，可收获第一批慢病毒，在48 h~72 h，滴度下
我最近做了我的目的基因的干扰（knockdown，KD），qpcr检测发现敲低效果非常好，但为啥WB检测蛋白变化不明显呢？
基因干扰用的siRNA，miRNA过表达合成的mimics和miRNA干扰用的inhibitor分别是什么形式的小分子呀？
我用腺病毒（adenovirus，Ad）mt-keima工具监测线粒体自噬情况，我可以对细胞固定后进行成像吗？还是说必须要活细胞成像呢？
我做慢病毒（lentivirus，LV)/腺病毒（adenovirus，Ad）感染细胞，感染结束后进行换液，那换液后需要PBS 清洗（wash）下吗？
Cas9有很多种类型，每种Cas9识别的PAM基序不同，gRNA的序列设计也有所不同，gRNA需要与相应的Cas9配合才能发挥最大作用，例如针对SpCas9设计的gRNA与SaCas9一起使用可能没有编辑效率。所以如果您实验的靶细胞和小鼠的Cas9是同一种Cas9，那么可以将该gRNA包装成AAV，注射Cas9基因小鼠；如果不是同一种Cas9，建议重新设计gRNA进行动物实验。
这是一种硒蛋白，硒半胱氨酸(Sec，U)由UGA密码子编码，一般情况下这个UGA表示翻译终止，但是硒蛋白mRNA的3' UTR包含一个保守的茎环结构，称为Sec插入序列(SECIS)元件，可以将UGA识别为Sec密码子而不是翻译终止信号，所以在过表达硒蛋白时需要将基因的CDS和3' UTR一起构建到载体上，这样就可以正常表达了。
我觉得可以考虑以下原因：
1.荧光易淬灭，注意避光。转染时室内和超净台内不开日光灯（FAM对避光要求更严格）；
2.转染操作要快，操作时间要短，操作完毕后，尽快将培养板放到培养箱。
3.sirna本身有荧光标记，可以在换液前后观察确定是荧光淬灭还是转染效率不够导致的。
FRET的荧光选择有几个基本原则：1.能量供体的发射光谱与能量受体的吸收光谱必须重叠；2.能量供体与能量受体的荧光生色团必须以适当的方式排列；3.供体与受体的激发光谱要足够分离。可以选择已知的荧光团对进行FRET实验，例如CFP/YFP、CFP-dsRED、YFP-dsRED、BFP/GFP、GFP-dsRED、FITC-Rhodamine、FITC/Cy3、Alexa488-Alexa555等。
有人知道pcdna3.1+/-质粒（plasmid）中的+、-是什么意思啊，有什么区别？
最近在做慢病毒（lentivirus，LV）转染，那转染后的细胞需要与其它普通细胞分开培养箱放吗？操作台需要分开吗？
circRNA的qPCR实验可以设计两对引物，一对背靠背引物（divergent primers），上游引物在circRNA的尾部，下游引物在circRNA的头部；另一对是跨环化位点引物（sjod Primers），将环化位点放在上游或下游引物的3’端，另一条引物按一般方法设计，确保两条引物是背对背方向即可。